Если рассматривать тело человека как набор инструментов, то люди разных профессий по-разному будут оценивать важность тех или иных его частей. Для бегуна важны ноги и легкие, для художника — глаза и руки, для оперного певца — голосовые связки и т. д. Это крайне утрированные примеры, ведь все системы в организме так или иначе взаимосвязаны, и выделять одну, отбрасывая все остальные, было бы неразумно. Тем не менее если категоризировать органы по степени их важности с точки зрения биологии и медицины, то лидером будет мозг. Центральная нервная система отвечает буквально за все процессы, протекающие в организме. Мозг непосредственно задействован в обучении новым навыкам, в восприятии стимулов окружающей среды, в работе других органов и т. д. Дефекты мозга, вызванные травмой, инсультом или хирургическим вмешательством часто приводят к повреждениям коры головного мозга, а это приводит к нарушению двигательных, речевых, когнитивных и других функций. Решением этой проблемы могла бы стать имплантация искусственных частей на место поврежденных участков коры мозга. Ученые из Оксфордского университета (Великобритания) провели исследование, показывающее успешную реализацию столь смелого подхода. Из чего делались мозговые имплантаты, как проводился процесс их внедрения в кору мозга, и насколько успешной была процедура? Ответы на эти вопросы мы найдем в докладе ученых.

Основа исследования

К сожалению, заболеваний или травм, которые приводят к серьезным нарушениям работы той или иной системы организма, достаточно много. Часть из них не подлежит классическому лечению либо оно не дает полноценного результата. По этой причине в последние годы набирает оборотов регенеративная терапия тканей.

Исследование индуцированных человеком плюрипотентных стволовых клеток (hiPSC от human induced Pluripotent Stem Cell) потенциально может привести к созданию типов клеток, составляющих все ткани человека. HiPSC можно сравнить с талантливыми актерами, которые еще не получили роль, а потому в итоге могут сыграть или Гамлета, или призрака его отца в зависимости от требований режиссера.

Травмы головного мозга, в том числе черепно-мозговая травма (TBI от traumatic brain injury), инсульт, хирургическая резекция ввиду рака и эпилепсия, могут привести к значительному повреждению коры головного мозга, что приводит к ряду симптомов, включая когнитивную дисфункцию, двигательные нарушения и трудности в общении. Например, в 2018 году сообщалось, что 69 миллионов человек во всем мире страдают от TBI, и 4.8 миллиона из этих случаев являются тяжелыми или смертельными. Однако эффективные методы лечения черепно-мозговых травм до сих пор отсутствуют.

Учеными была предпринята имплантация нервных клеток-предшественников и органоидов головного мозга мышам для лечения травм головного мозга. Однако структура поврежденной ткани головного мозга в этих исследованиях не была полностью восстановлена, поскольку имплантированные диссоциированные клетки или органоиды не обеспечивали клеточную архитектуру, напоминающую естественную анатомию мозга. Кора головного мозга обычно имеет шестислойную архитектуру, состоящую из нейронов, специфичных для отдельных слоев. Слои I–IV обозначаются как верхние, а V–VI – как глубокие слои. Считается, что внутрикорковая связь нервных цепей между различными слоями играет важную роль в более высоком уровне познания у млекопитающих.

Авторы рассматриваемого нами сегодня труда считают, что вместо имплантации диссоциированных клеток или органоидов, полученных из hiPSC, которые лишены структурного контроля, имплантация тканей, напоминающих клеточную архитектуру поврежденной ткани, является куда более эффективным методом лечения TBI.


Изображение №1

В своем исследовании ученые сначала дифференцировали hiPSC на два подтипа нейрональных предшественников (NP от neural progenitor), а именно нейрональных предшественников верхнего и глубокого слоев (UNP от upper-layer neural progenitor и DNP от deep-layer neural progenitor; левый столбец на 1a). Эти специфичные для слоя NP были затем напечатаны в виде многослойных тканей коры головного мозга с использованием капельной 3D-печати, которая позволяет создавать структурно определенные и свободные от каркаса мягкие ткани, состоящие из клеток и внеклеточного матрикса (ECM от extracellular matrix; средний столбец на 1a). Напечатанные клетки-предшественники подверглись созреванию, включая терминальную дифференцировку, рост отростков и миграцию. Слоистая структура сохранялась in vitro, также были экспрессированы натуралистические маркеры, специфичные для слоев. Напечатанные ткани затем имплантировали в очаги в эксплантатах мозга мыши ex vivo (1a), а морфологию клеток, структурную интеграцию и активность ионов кальция контролировали в течение недели.

Результаты исследования

3D-принтер капельного типа содержит пьезопривод, который генерирует механические импульсы и выбрасывает водные капли из сопла в масло. Выброшенные капли, содержащие только ECM (1b) или ECM и клетки (1c, 1d), спонтанно приобретают липидный монослой на границе раздела капля/масло, а контактирующие капли образуют бислои на границе капель (DIB от droplet-interface bilayer; по центру на 1a; 1b). С помощью компьютерной печати на каплях, содержащих клетки (диаметром ~ 100 мкм), можно создать рисунок для создания различных конструкций капельных сетей. Например, капельная сеть 8×8×8 с клетками, меченными RFP (1e, 1f) и капельная сеть 12×12×12 с клетками, меченными GFP и окутанными клетками, меченными RFP (1g).

Чтобы получить материал для имплантации, ученые напечатали специфические для слоев нейроны (RFP-меченные UNP и немеченые DNP) в две капельные сети 8×8×8, которые были объединены в двухслойную структуру (внизу на 1a, 1h–1j) высотой ~1000 мкм и шириной ~500 мкм, образуя упрощенную версию столба коры головного мозга, состоящую из сегментов верхнего и глубокого слоев. Повышение температуры от комнатной до физиологической способствовало гелеобразованию ECM и отжигу печатных двухслойных сетей, содержащих либо клетки, либо микрошарики.

Чтобы продемонстрировать, что данная техника печати может создавать структуры, представляющие все шесть слоев коры головного мозга, ученые применили стратегию последовательной печати (слой за слоем). Каждый слой, состоящий из сети капель 8×8×8, был помечен разным цветом (1k). Помимо печати кубических структур субмиллиметрового масштаба, также были напечатаны структуры сантиметрового масштаба различной формы (1I–1n).


Изображение №2

Как отмечают ученые, генерация послойно-специфичных клеток-предшественников коры головного мозга из hiPSC была важным первым шагом на пути к созданию двухслойной кортикальной ткани. У человека и большинства других млекопитающих слои коры формируются в порядке от глубокого к внешнему. Нейроны глубоких слоев, как ранние продукты кортикального нейрогенеза, асимметрично делятся от клеток радиальной глии (radial glia cell) и мигрируют к кортикальной пластинке путем радиальной миграции из желудочковой зоны. Сходным образом в ранних культурах NP в первую очередь дифференцируются в нейроны глубокого слоя (DN), которые можно фенотипировать по экспрессии маркера глубокого слоя CTIP2.

Для генерации DN был применен метод дифференцировки с двойным ингибированием SMAD для генерации NP в монослойной культуре. IPSC человека, перепрограммированные из соматических клеток здорового человека, подтвердили свою плюрипотентность. Иммуноокрашивание показало высокую экспрессию маркеров плюрипотентности TRA-1-60, NANOG и OCT4 (левый столбец на 2b). Была использована определенная среда для нейронной индукции (NIM от neural induction medium), содержащая два ингибитора SMAD (LDN193189 и SB431542), чтобы индуцировать hiPSC в линию нервной эктодермы. Клетки нейрональной эктодермы затем культивировали в среде для поддержания нейронов (NMM от neural maintenance medium), которая позволяет генерировать NP в течение 19 дней in vitro (DIV19 от 19 days in vitro).

Дальнейшее созревание достигалось путем посева NP с низкой плотностью (100000 клеток/см²) и использования нейрональной терминальной среды (НТМ от neural terminal medium), содержащей ингибитор γ-секретазы (DAPT), который блокирует комплекс пресенилин-γ-секретаза и предотвращает последующую активацию Notch. Ингибирование пути Notch переключает дифференцировку с судеб* глиальных клеток на нейрональные.

Судьба клетки* описывает ее будущую идентичность или идентичность ее дочерних клеток до того, как ее можно будет фенотипически обнаружить посредством дифференцировки или деления.

После 10 дней культивирования (DIV29+) в NTM DN демонстрировали черты зрелых нейронов с поляризованной морфологией и экспрессией маркера глубокого слоя CTIP2, но низкой экспрессией маркеров среднего-верхнего слоя (SATB2) и верхнего слоя (CUX1 и BRN2).

На более позднем этапе кортикального нейрогенеза RGC генерируют нейроны, которые мигрируют радиально в кортикальную пластинку, проходя через DN, чтобы стать нейронами верхнего слоя (UN). В недавнем труде «Differentiation from human pluripotent stem cells of cortical neurons of the superficial layers amenable to psychiatric disease modeling and high-throughput drug screening» описывается создание UN in vitro посредством длительного пролиферативного культивирования NP, что напоминает процесс позднего производства UNs in vivo из пролиферирующих RGC. Следуя этому протоколу, ученые провели расширенную обработку NP коктейлем факторов роста, который включал комбинацию факторов роста, поддерживающих пролиферацию (FGF-2 и EGF), а также выживаемость и созревание (BDNF). В ходе обработки клетки сохраняли морфологию предшественников и претерпевали 8–10 удвоений от начала нейронной индукции до DIV40. Репрезентативная культура DIV31 показана на 2b (средний столбец). Затем UNP на уровне DIV40 можно было собрать для дальнейшего культивирования или криоконсервации.

Чтобы продолжить созревание UNP, факторы роста были удалены на сороковой день, и была проведена дальнейшая инкубация в NTM, содержащем DAPT, в течение десяти дней для получения зрелых UNP (DIV50+; правый столбец на 2b). Однако без DAPT клетки имели неполяризованную морфологию, аналогичную UNP, что указывает на неспособность к созреванию. UN были морфологически похожи на DN. Однако иммунофлуоресцентное окрашивание UN DIV50+ показало экспрессию маркеров верхнего слоя CUX1, CUX2 и BRN2, а также маркера среднего-верхнего слоя SATB2, тогда как экспрессия CTIP2 обнаруживалась редко (2c). Количественный анализ показал, что UN DIV50+ экспрессируют CUX1, BRN2 и SATB2 на 68 ± 8%, 74 ± 7% и 70 ± 7% соответственно. Напротив, только 16 ± 4% клеток экспрессировали маркер глубокого слоя CTIP2 (2d).

Для дальнейшего подтверждения идентичности клеток DN и UN ученые провели анализ экспрессии генов с использованием количественной полимеразной цепной реакции в реальном времени (RT-qPCR от Real-time Quantitative Polymerase Chain Reaction). Обработка коктейлем факторов роста значительно повышала экспрессию CUX1 с 20- и 22-кратным изменением в UNP DIV40+ и UN DIV50+ по сравнению с hiPSC, тогда как в DNP DIV19 повышения регуляции не было обнаружено. NESTIN, нейронный маркер, активировался в процессе дифференцировки и созревания с низкого уровня в DNP DIV19, затем показал 2-кратное увеличение в UNP DIV40 и 7-кратное увеличение в UNP DIV50+ по сравнению с hiPSC (2e).

Адаптировав описанные выше протоколы, ученые создали двух различных предшественников, DNP и UNP, которые дали начало соответствующим зрелым нейронам, специфичным для слоя: DN и UN.


Изображение №3

Для изготовления двухслойных кортикальных тканей клетки-предшественники (DNP и UNP) были собраны для печати. Вместо зрелых нейронов использовались предшественники, поскольку предшественники были менее чувствительны к процедуре диссоциации из 2D-культур по сравнению со зрелыми нейронами и были компактными для печати. Ткани печатали в масле с последующим фазовым переносом в питательную среду. В течение первой недели постпринтной культуры (WPP от week of postprinting culture) кортикальные ткани инкубировали в NMM, дополненной смесью факторов роста (FGF-2, EGF и BDNF), чтобы улучшить выживаемость тканей. В конце недели фактор роста, дополненный NMM, был заменен на NTM, чтобы стимулировать созревание кортикальных тканей. Ткани собирали на вторую, четвертую и восьмую неделю WPP, затем оценивали по морфологии, миграции клеток, росту отростков и экспрессии генов (3a).

Сначала были изготовлены глубокослойные кортикальные ткани (капельные сети 8×8×8) из DNP (вверху на 3b). Напечатанные ткани инкубировали в NMM с добавлением факторов роста (по центру на 3b). Репрезентативную глубокослойную корковую ткань на 8-ую неделю WPP разрезали и иммуноокрашивали для выявления структуры ткани и клеточного состава, который визуализировали с помощью нейронных маркеров: маркер стволовых клеток SOX2, общий маркер молодых нейронов TUJ1, маркеры глубокого слоя (CTIP2 и TBR1) и маркер верхнего слоя (CUX1; внизу на 3b, 3c). Были обнаружены DN, экспрессирующие CTIP2/TBR1, и редкие UN, экспрессирующие CUX1, которые сопоставимы с дифференцированными in vitro кортикальными нейронами человека и органоидами головного мозга.

Чтобы создать двухслойные кортикальные ткани, ученые напечатали рядом две сети капель размером 8×8×8, одна из которых содержала DNP, а другая — UNP (вверху на 3d). Ожидалось, что DNP и UNP будут дальше дифференцироваться в культуре после печати, чтобы получить соответствующие зрелые нейроны (DN и UN) в слоях. Чтобы определить, сохранились ли эти два слоя в постпечатной культуре и были ли DNP и UNP преобразованы в DN и UN, была проведена характеризация напечатанных тканей в разные моменты времени дифференциации.

Рост и миграция нейрональных отростков являются двумя важными феноменами развития нейрогенеза коры мозга. После 2 недель культивирования напечатанные кортикальные ткани сохраняли желаемую двухслойную архитектуру, о чем свидетельствуют изображения с флуоресценцией от окрашивания ядер и RFP-меченных UNP (в центре на 3d). Дальнейшее иммуноокрашивание срезов кортикальных тканей спустя 2 недели показало, что большинство клеток в обоих слоях экспрессируют нейрональный маркер TUJ1 и маркер нейрональных стволовых клеток SOX2 (внизу на 3d). Это указывает на то, что клетки в обоих слоях были нейрональными. Изображения двухслойных тканей в Z-проекции спустя 8 недель показали, что большинство нейронов приобрели поляризованную морфологию с длинными отростками. Это позволяет предположить, что в напечатанной ткани произошли нейронная дифференциация и созревание (3e). Увеличенное изображение показало, что нейроны верхнего слоя произвели отростки, проецирующиеся в глубокий слой (3e). В напечатанных тканях также была обнаружена миграция нейронов между слоями, обозначенная стрелками на 3e.

Видео №1

Сравнение двухслойных тканей на вторую, четвертую и восьмую неделю после печати (2, 4 и 8WPP) выявило динамику межслойного роста отростков и миграции нейронов. Количественный анализ показал значительную миграцию UN, меченных RFP, в глубокий слой в течение 8 недель инкубации, но существенных изменений RFP-сигнала в верхнем слое обнаружено не было (3g).

Затем была проведена оценка пространственно-временной экспрессии общих и специфических для слоев нейронных биомаркеров, чтобы выявить динамику созревания нейронов во время постпечатной культуры. Иммуноокрашивание срезов тканей в трех временных точках (2, 4 и 8WPP) выявило значительно более высокую популяцию клеток в верхнем слое по сравнению с глубоким слоем, который экспрессировал маркер верхнего слоя CUX1 (78 ± 2% против 37 ± 3%) и маркер среднего-верхнего слоя SATB2 (68 ± 4% против 39 ± 4%). И наоборот, более высокий процент клеток в глубоком слое по сравнению с верхним слоем экспрессировал маркер глубокого слоя CTIP2 (35 ± 4% против 10 ± 2%) спустя 2 недели после печати. Процент клеток, экспрессирующих CTIP2 в глубоком и верхнем слое, снизился до 18 ± 5% и 5 ± 0.2% соответственно на 4 неделю и до 4 ± 2% и 3 ± 0.6% соответственно на 8 неделю. Кроме того, было обнаружено, что значительная популяция клеток (> 90%) экспрессирует нейрональный маркер TUJ1 во все моменты времени в обоих слоях. Это указывает на то, что большинство клеток в напечатанных тканях перешли к нейрональной линии (3h, 3i).

В совокупности эти данные демонстрируют, что напечатанные двухслойные ткани сохранили спроектированную клеточную архитектуру с динамическим ростом и миграцией клеток. Кроме того, ожидаемая экспрессия маркеров, специфичных для слоя, наблюдалась в течение всего восьминедельного процесса созревания.


Изображение №4

Ученые имплантировали напечатанные кортикальные ткани в очаги поражения коры эксплантатов мозга мышей ex vivo, чтобы оценить их способность к восстановлению тканей. Ткани были напечатаны в день -1, затем их культивировали в течение одного дня перед имплантацией (4a). В день 0 были подготовлены эксплантаты и создано круговое поражение диаметром около 800 мкм в коре головного мозга. Затем эксплантаты культивировали на вставках Transwell, а напечатанные ткани имплантировали в очаг поражения. Затем имплантированные эксплантаты культивировали в условиях A или B в течение одного дня, после чего проводили обработку DAPT в течение 4 дней.

В условии A использовалась формула, обогащенная питательными веществами, модифицированная на основе DMEM/F12 и среды Neurobasal, содержащей высокий уровень глюкозы ~25 мМ, тогда как в условии B в основном использовалась коммерчески доступная среда BrainPhys с физиологически значимым уровнем глюкозы ~2.5 мМ. Высокая концентрация глюкозы может ингибировать дифференцировку нейронов посредством окислительного стресса и стресса эндоплазматической сети. Чтобы оценить влияние условий A, условий B и DAPT на интеграцию имплантата, измерялся рост отростков и миграция нейронов из имплантатов в ткань хозяина (4b).

Флуоресцентная конфокальная визуализация выявила рост отростков и миграцию нейронов от имплантата к хозяину, что указывает на интеграцию напечатанных тканей в эксплантат головного мозга (условие B, без DAPT; 4c). Окрашивание live/dead (живой/мертвый) показало, что клетки в эксплантатах головного мозга были жизнеспособными на 86 ± 3% на 5 DPI (день после имплантации) после имплантации. Жизнеспособность имплантатов была одинаковой, о чем свидетельствует их экспрессия RFP (4c). Анализ нейронов, меченных RFP, также выявил разрастание отростков и миграцию нейронов от 1 до 5 DPI (4d). Профильные графики интенсивности флуоресценции показали степень разрастания процесса на 1 DPI (220 мкм) и 5 DPI (405 мкм; 4e).

Рост отростков и миграция нейронов регулируются сигналами микроокружения во время нейрогенеза. Поэтому ученые предположили, что рост отростков и миграция клеток могут реагировать на различные питательные условия и низкомолекулярную обработку, такую как DAPT. Чтобы решить эту проблему, ученые культивировали имплантированные эксплантаты в четырех условиях: условия A и B, с DAPT и без него.

Используя флуоресцентную конфокальную визуализацию, удалось обнаружить различия в расстоянии роста и миграции в четырех условиях на 5 DPI (4f). Количественный анализ показал значительное увеличение расстояния отростка в состоянии B (434 ± 41 мкм) по сравнению с состоянием А (265 ± 30 мкм). Интересно, что обработка DAPT привела к дальнейшему увеличению расстояния как для состояния A (увеличилось на 153 мкм до 418 ± 70 мкм), так и для состояния B (увеличилось на 287 мкм до 721 ± 71 мкм; 4g). Следовательно, имплантированные эксплантаты можно использовать для оценки влияния питательных веществ и обработки малыми молекулами на имплантацию.

Ученые также исследовали влияние продолжительности предимплантационной инкубации напечатанных тканей. Было проведено сравнение расстояния роста отростков и миграции нейронов от имплантатов с 1- или 14-дневной предимплантационной инкубацией в состоянии B. Результаты показали, что 14-дневная предимплантационная культура кортикальных тканей может увеличить рост отростков от имплантата к хозяину (4h). Было обнаружено увеличение отростка с 222 мкм до 656 ± 63 мкм на 5 DPI по сравнению с имплантатами, которые прошли 1-дневную предимплантационную инкубацию (4i).

Под большим увеличением удалось идентифицировать отдельные нейроны, мигрирующие через границу имплантат-хозяин (4j). Количественный анализ проводился путем подсчета числа нейронов, меченных RFP, на расстоянии от 200 до 400 мкм от имплантата. Анализ показал, что 20 ± 2, 17 ± 3 и 18 ± 3 RFP-меченных нейронов на 0.1 мм² мигрировали в эксплантат головного мозга хозяина на 5 DPI из имплантатов, состоящих из UN, DN и 14-дневных предварительно культивированных DN соответственно. Миграция ДН (0.7 ± 0.4, 13 ± 3, 17 ± 3 нейрона / 0.1 мм² на 1, 3 и 5 DPI) и УН (1,4 ± 0,4, 12 ± 4, 20 ± 2 нейрона / 0.1 мм² на 1, 3 и 5 DPI) наблюдались в течение трех временных точек (4k).


Изображение №5

Далее ученые оценили Са²⁺ активность напечатанной двухслойной кортикальной ткани в эксплантатах мозга ex vivo. Для этого ученые напечатали ткани с размером, совместимым с корой головного мозга мышей P8 (800–1000 мкм), и с упрощенной ламинарной архитектурой, состоящей из глубоких и верхних слоев. Затем двухслойную кортикальную ткань имплантировали в поврежденную кору эксплантата головного мозга мыши ex vivo. Интеграцию между имплантатами и хозяином оценивали по степени разрастания отростков и миграции нейронов от имплантата к хозяину (5a, 5c). Количественный анализ роста отростков и миграции нейронов на 1, 3 и 5 DPI показал увеличение расстояния проекции отростков в течение периодов культивирования: 85 ± 14 мкм, 336 ± 22 мкм и 419 ± 22 мкм соответственно (5b). Кроме того, иммуноокрашивание показало экспрессию специфичного для человека нейронного маркера HNCAM в обоих слоях, что подтверждает человеческое происхождение имплантированных нейронов, в то время как экспрессия RFP была резко ниже в верхнем слое по сравнению с глубоким слоем. Это указывает на то, что двухслойная структура сохранялась в имплантате (5d, 5e).

Видео №2

В нервной системе коррелированные Са²⁺-колебания клеток в нейрональных цепях необходимы для функций мозга. Для оценки активности имплантированных кортикальных тканей ученые провели визуализацию Ca²⁺ с помощью флуоресцентного индикатора кальция Fluo-4. Покадровая запись имплантированных эксплантов выявила спонтанные колебания Ca²⁺ клеток как в имплантате, так и в хозяине на 5 DPI (5f). Одновременные колебания ионов кальция в соседних клетках предполагали потенциальную корреляцию между этими клетками (5g).

Чтобы найти корреляцию колебаний кальция между имплантатом и хозяином, ученые записали сигналы Ca²⁺ на границе раздела имплантат/эксплант только в глубоких слоях (5h). Было обнаружено, что нейроны демонстрируют колебания Ca²⁺ с коэффициентом корреляции R > 0.1 на 5 DPI. Это указывает на связь между имплантатом и хозяином (5i). Дополнительные матрицы сходства и анализ коррелированных сетей подтвердили существование множества нейронных сообществ с коррелирующими паттернами срабатывания (5j).

Дальнейшая визуализация Ca²⁺ и оценка коррелированной сети на имплантированной ткани только верхнего слоя на 5 DPI (5k, 5l) и имплантированной двухслойной ткани показали коррелированные пары клеток внутри имплантата и хозяина, а также через верхние/глубинные границы и границы имплантат/хозяин. В частности, была обнаружена группа областей интереса (ROI от regions of interest) с коррелирующими следами Ca²⁺ между имплантатом и хозяином (5m). Для имплантированных эксплантатов на 3–5 DPI было обнаружено 4.4 ± 0.7% коррелированных пар клеток хозяин-хозяин, 1.6 ± 0.3% пар клеток хозяин-имплантат и 2.0 ± 0.9% пар клеток имплантат-имплантат (5n).

Для более детального ознакомления с нюансами исследования рекомендую заглянуть в доклад ученых и дополнительные материалы к нему.

Эпилог

В рассмотренном нами сегодня труде ученые создали искусственную ткань, представляющую собой упрощенную кору головного мозга, путем 3D-печати человеческих стволовых клеток. Имплантация этих тканей в срезы мозга мыши показала полную интеграцию с тканями хозяина.

Ученые создали двухслойную ткань мозга из индуцированных человеком плюрипотентных стволовых клеток (hiPSC), которые потенциально могут производить типы клеток, обнаруженные в большинстве тканей человека. Ключевое преимущество использования hiPSC для регенерации тканей пациента заключается в том, что их можно получить от него самого. В результате процедура имплантации не будет вызывать иммунного ответа. HiPSC были дифференцированы в нейрональные клетки-предшественники двух разных слоев коры головного мозга с использованием специфических комбинаций факторов роста и химических веществ. Затем клетки суспендировали в растворе для создания двух биочернил, использованных для печати результирующих тканей.

Когда напечатанные ткани были имплантированы в срезы мозга мыши, они продемонстрировали сильную интеграцию, о чем свидетельствует проекция нервных отростков и миграция нейронов через границу имплантат-хозяин. Имплантированные клетки также продемонстрировали сигнальную активность, которая коррелировала с активностью клеток-хозяев. Это указывает на то, что между внедренными клетками и родными клетками мыши была коммуникация, демонстрирующая как функциональную, так и структурную интеграцию.

В будущем авторы разработки намерены продолжить работу над своим творением, дабы достичь успешной печати многослойных тканевых структур коры головного мозга, которые более реалистично имитируют архитектуру человеческого мозга. Подобного рода разработка может быть полезна не только для индивидуализированного лечения травм мозга человека, но и для безопасного тестирования препаратов и исследований работы нейронных сетей.

Немного рекламы

Спасибо, что остаётесь с нами. Вам нравятся наши статьи? Хотите видеть больше интересных материалов? Поддержите нас, оформив заказ или порекомендовав знакомым, облачные VPS для разработчиков от $4.99, уникальный аналог entry-level серверов, который был придуман нами для Вас: Вся правда о VPS (KVM) E5-2697 v3 (6 Cores) 10GB DDR4 480GB SSD 1Gbps от $19 или как правильно делить сервер? (доступны варианты с RAID1 и RAID10, до 24 ядер и до 40GB DDR4).

Dell R730xd в 2 раза дешевле в дата-центре Maincubes Tier IV в Амстердаме? Только у нас 2 х Intel TetraDeca-Core Xeon 2x E5-2697v3 2.6GHz 14C 64GB DDR4 4x960GB SSD 1Gbps 100 ТВ от $199 в Нидерландах! Dell R420 — 2x E5-2430 2.2Ghz 6C 128GB DDR3 2x960GB SSD 1Gbps 100TB — от $99! Читайте о том Как построить инфраструктуру корп. класса c применением серверов Dell R730xd Е5-2650 v4 стоимостью 9000 евро за копейки?